Файл: Туровцев. Биоиндикация.pdf

221 

водной  вытяжке  из  загрязнѐнной  почвы.  Наиболее  отзывчивы  на  гер-

бицид  2,4-Д  (диметиламиновая  соль),  семена  редиса  красного  и  ози-

мой ржи, а на фунгицид Тилт - семена редиса (Минаев, Ремпе и др.,

1991). 

На  огурце  и

гречихе  тестируют  гербициды  -  производные  моче-

вины и фенилкарбаматы. При этом у огурца учитывают рост первичного 

корня,

у гречихи - утолщение стебля, деформацию зародышевых листь-

ев,  а  также  торможение  роста.  Овѐс  и  рис  используют  как  индикаторы 

почвенных  противозлаковых  гербицридов,  при  этом  основным  тестом 

является  ингибирование  роста  зародышевого  корня  и  листа.  Действие 

пестицидов  на  злаки  обнаруживается  и  по  их  влиянию  на  морфогенез 

растений. У озимой пшеницы при высокой пестицидной нагрузке (2,4 

-  Д,  диален,  лонтрел,  тилт,  байлентон,  метафос)  наиболее  распростра-

нѐнным и устойчивым типом морфоза (изменений) является "мутовка"- 

увеличение  числа  колосков  на  уступе  колосового  стержня.  Внесение 

минеральных удобрений также может приводить к появлению метамор-

фозов колоса  у  озимой пшеницы.  Генотоксичность  почв  можно  опре-

делить в тесте по учѐту рецессивных генных мутаций в клетках волос-

ков  тычиночных  нитей  традесканции;  дефектности  пыльцы  дикорасту-

щих травянистых растений. 

9.3. Биотестирование пресных водоѐмов и сточных вод 

Действие токсических веществ, оказывающих вредное воздействие на 

организмы, по мере их влияния на экосистемы можно разделить на фа-

зы  острой  и  хронической  токсичности.  Для  определения  острой  ток-

сичности  служат  экспресс-методы  продолжительностью  в  несколько 

дней  (один  -  три  и  более);  а  для  определения  хронической  токсич-

ности  -  продолжительные  опыты  (месяц  и  более).  Ниже  рассматри-

ваются тесты острой токсичности. 

222 

Тест  токсичности  на  кишечной  палочке.  Кишечная  палочка  широко 

распространена  в  загрязнѐнных  водоѐмах.  В  качестве  источника 

азотного питания она использует только растворѐнные в воде органи-

ческие  вещества,  обладает  также  способностью  сбраживать  многие 

углеводы,  в  том  числе  лактозу,  с  образованием  молочной  кислоты.  В 

присутствии  токсических  веществ  в  воде      наблюдается  подавление 

процесса  сбраживания  лактозы  кишечной  палочкой.  На  этом  основано 

еѐ использование в качестве тест-организма определения влияния ток-

сических  веществ  на  деятельность  водных  микроорганизмов.  При  от-

сутствии  токсического  влияния  исследуемого  вещества  лактоза  (в 

расчѐте 5,0 г на 1 л воды) сбраживается кишечной палочкой (5-1С ка-

пель суспензии культуры на 1 л приготовленной среды после добавле-

ния  раствора  исследуемого  вещества)  в  течение  24  ч  при  37°С

, 

Ис-

ходно  рН  среды  устанавливают  в  целях  7,4-7,6,  при  этом  она  имеет 

зелѐный цвет. В результате сбраживания лактозы кишечной палочкой и 

кислотообразования рН среды понижается до 4,0-5,0 и еѐ цвет из зелѐ-

ного переходит в жѐлтый. 

При наличии токсического действия и угнетения сбраживания лакто-

зы рН и цвет среды не изменяются или остаются близкими к исходной. 

Тест токсичности на бактериях рода псевдомонас. Так как бактерии 

кишечной палочки встречаются в сильно загрязнѐнных водоѐмах и асси-

милируют  азот  только  в  органической  форме,  в  качестве  токсиколо-

гического  теста  предпочтительнее  применять  бактерий  рода  псевдомо-

нас,  использующих  неорганические  азотные  соединения,  в  частности 

нитраты.  С  этой целью чаще используют бактерию псеводомонас флюорес-

цирующий,  характерную  для  вод,  проходящих  стадию  нитрификации. 

Тест  с  пеевдомонас  флюоресцирующим  основан  на  угнетении  процесса 

ассимиляции глюкозы  в присутствии токсических  веществ  в  воде.  Ас-

симиляция глюкозы этими бактериями обычно сопровождается выделе-

223 

нием кислоты и понижением  pH среды.  В  среду  для  культивирования 

(КNO

3 

- 2,0, К

2

РО4 – 1,0, MgSO

4

  -  0,05,  NaCI  - 0,5,  глюкоза  -  10,0  г, 

водопроводная вода - 1000 мл, рН - 7,2) добавляют 10 мл реактива 

Андраде  (0,5  г,  кислого  фуксина,  100  мл  дистиллированной  воды,  

16,4 мл нормального раствора NaOH) на 1 л среды,  стерилизуют еѐ, 

вносят раствор исследуемого вещества и  суспензию культуры псевдо-

монас флюоресцирующий. Культивирование производят  в  течение  48  ч 

при 25-30°С.  При отсутствии  токсического  влияния глюкоза ассими-

лируется  бактериями  псевдомонас  флюоресцирующий,  а  выделенная 

кислота  вызывает  понижение  рН  среды  и  изменяет  еѐ  цвет  из  соло-

менно-жѐлтого  в  красный.  При  наличии  токсического  действия  рН  и 

цвет

среды почти не изменяются. 

Teсты  токсичности  на  водорослях.  Для  биотестов  чаще  используют 

зелѐные водоросли  в целом или отдельных  видов (анкистодесмус рас-

пространѐннейший,  ризоклокиум  косматый)  (Унифицированные  мето-

ды.., 1983). 

  Тест  токсичности  на  продуктивность  водорослей  в  целом  прово-

дится  следующим  образом.  Вода  из  водоема,  отобранная  в  бета-

мезосапробной зоне, фильтруется и разливается в колбочки по 50 мл, 

в которые добавляются биогенные элементы  N, P, К,  Fe, по 0,4-0,5 

мг/л  в  виде  солей  KNO

3

,  КH

2

Р0

4

,  Fe(SO

4

)

3

.  В  колбочки  не  менее, 

чем  в  двукратной  повторности  вводится  сточная  вода  в  различных 

концентрациях.  Часть  колбочек  оставляют  без  добавления  сточной 

воды.  Они  служат контролем.  Колбочки закрывают ватными пробками 

и помещают на свет при температуре 20-25

о

 С. Сразу после постановки 

опыта и через 4-5 дней проводят подсчет водорослей по клеткам в лю-

бой  счѐтной  камере.  Просчитывают  5-6  камер.  В  конце  опыта  всѐ  со-

держимое  колбы  отфильтровывается  на  собранном  фильтре,  высуши-

224 

вается при 60°С до постоянного веса и взвешивается. Полученные ре-

зультаты сравнивают с контролем. 

Зелѐная  одноклеточная  водоросль  анкистодесмус  распространѐнней-

ший  используется  в  качестве  тест-объекта  для  установления  острой 

токсичности  веществ,  содержащихся в  воде.  Бактериями  действия  ток-

сиканта является отмирание клеток водорослей и нарушение размноже-

ния. 

В тесте токсичности на ризоклониуме косматом при летальной концен-

трации токсичных веществ в воде комочки водоросли остаются на дне, по-

росль, как правило, обесцвечивается, принимает коричневый цвет ив жел-

теет,  все  клетки  в  течение  опыта  отмирают.  При  вредной  концентрации 

водоросль  остаѐтся  у  дна,  нормально  зелѐная,  но  при  микроскопическом 

исследовании  обычно  наблюдается  частичный  плазмолиз  нитей  и  клеток. 

При безвредной концентрации после постановки опыта и освещения водо-

росль поднимается на поверхность, как и в контроле, еѐ нити и  клетки со-

вершенно не повреждены. 

Тест  токсичности  на  семенах  горчицы  и  других  культурных  расте-

ний  основан  на большой  чувствительности  прорастающих  семян  к  ядо-

витому веществу. Хорошим показателем развития культуры является об-

щая  длина  растений  по  сравнению  с  контрольными  и  отношение  длины 

подсемядольного колена двудольных (гипокотиля) к длине корня. При 

нормальны  условиях  роста  гипокотиль  короче  зародышевого      корня, 

при  неблагоприятных  -  гипокотиль  длиннее  корня,  который  останав-

ливается в росте 1 часто вскоре отмирает.  На гипокотиле неблагопри-

ятное влияние среды проявляется слабее. Испытания можно проводить 

как непосредственно с неразбавленной сточной водой,  так и с различ-

ными еѐ разбавлениями. Среди испытуемых семян наиболее подходящи 

семена  белой  горчицы.  Для  испытаний  берутся  семена  с  90-100%-ной 

всхожестью. В сухие чашки Петри с силоновой или нейлоновой тканью 

225 

помещают по 50 семян горчицы. В контрольную чашку наливают 10 мл 

водопроводной воды, в остальные -10 мл испытуемой воды в 2-4-кратной 

повторности. Закрытые чашки помещают в тѐмное место при 20°С. Под-

счѐт  проросших  семян  и  измерение  длины  ростков  проводят  через  24, 

48 и 72 ч. Если во всех чашках прорастает такое же количество семян, 

как  в  контрольных»  и  если  все  три  дня  прирост  их  корней  больше, 

чем  гипокотилей,  то  испытуемая  вода  годится  для  орошения  и  без-

вредна для роста растений. 

Тест  токсичности  на  инфузориях  рода  парамециум.  Исследуемым 

объектом  служит  рестнитчатая  инфузория  (туфелька).  Критериями  ток-

сичности  являются  изменения  нормальной  формы,  движения,  взмаха 

ресничек,  частоты  пульсирующих  вакуолей,  а  также  количество  погиб-

ших  инфузорий.  В  отвар  сена  высевают  кормовые  бактерии,  а  через 

один-три  дня  вносят  организмы  инфузории  туфельки.  Для  приготов-

ления отвара 10 г сена кипятят 20 мин в 1 л водопроводной воды. Отвар 

отфильтровывают, добавляют 1 л водопроводной воды и хранят в сте-

рильных условиях. В чашки Петри диаметром 9 см помещают 9 мл сте-

рильного  отвара  и  1  мл  сточной  воды  или  токсичного  раствора  (раз-

бавление  1:10).  Из  них берут  по  1 мл  раствора и добавляют в другие 

чашки с 9  мл отвара (разбавление 1:100). Затем в контрольные и опыт-

ные чашки помещают по 50-100 особей инфузории

.  

Наблюдения за пове-

дением  инфузорий  проводят  под  бинокулярньм  микроскопом  с  30-50-

кратным  увеличением.    Наряду  с  морфологическими и  физиологическими 

изменениями  особей  отмечают  летальную  концентрацию  веществ  LC

50

, 

оказывающую летальное воздействие на 50% особей в течение 24

ч. 

Тест токсичности на кольчатых червях рода тубифекс. Для опы-

тов используют червей, которых предварительно в течение двух дней 

промывают  проточной  питьевой  водой.  Для  опытов  выбирают  неповреж-

дѐнных  червей,  кладут  их  на  часовые  стѐкла,    сливают  со  стекекол