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Manuel d’étude et de gestion des oiseaux et de leurs habitats en zones côtières, 2012
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Cette formule nécessite un premier échantillonnage (dans le cadre
d’une pré-étude par exemple, comme le propose Frontier [1983]).
Traitement des échantillons
Dès le retour du terrain, les prélèvements devraient être fixés et colo-
rés sous hotte avec une solution eau de mer/formol dilué à 4 % à 10 %. La
coloration est obtenue par ajout de rose de Bengale à cette solution (4 g/l
dans la solution de départ de formaldéhyde à 36 % d’après Eleftheriou &
Holme [1984]) ou avec de la Phloxine B. Après 48 heures, les prélèvements
peuvent être rincés et triés. La solution de formol est filtrée et récupérée pour
une utilisation ultérieure. Le tri a lieu dans une cuvette, la coloration rosée de
la faune facilite cette opération en permettant de la dissocier plus rapidement
de l’ensemble du refus de tamis
1
. L’échantillon est ensuite stocké en piluliers
dans une solution d’alcool à 70 % (éthanol à 70 % ou isopropanol à 50 %).
Le reste du refus est stocké pour être retraité par une filière spécialisée.
Nous attirons cependant l’attention sur la nocivité du formol, souvent remplacé
par de l’alcool à 70°. L’alcool n’est pas un fixateur très efficace, il peut entrainer un
désagrégement du corps de certaines espèces (les annélides polychètes
,
par
exemple), mais pour une simple étude de densité, où l’identification spécifique pré-
cise n’est pas nécessaire, l’éthanol peut être utilisé.
La manipulation du formol ou des échantillons formolés doit donc
s’effectuer dans des conditions de bonne aération ou avec un système
d’évacuation tel qu’une hotte aspirante munie d’un filtre pour formaldéhyde.
Il est également possible de conserver les échantillons au congélateur (mais
l’identification des polychètes sera difficile).
Étiquetage
Il est essentiel de bien étiqueter les prélèvements. Les étiquettes,
faites de papier lourd chimiquement résistant (type papier calque), doivent
être remplies à l’aide d’un crayon carbone qui ne se décolore pas dans le
formol. Les étiquettes remplies sont placées dans les bocaux contenant les
spécimens. La paroi extérieure des bocaux doit également être identifiée
avec un marqueur indélébile. L’identification des pots au préalable à la
phase de terrain permet de gagner du temps lors des prélèvements (double
étiquetage : papier calque à l’intérieur et marquage au feutre à l’extérieur).
1
Il est possible de colorer au rose de Bengale ou à la Phloxine B dans un second temps, après
un premier tri du refus de tamis non coloré. Ainsi, dans ce cas de figure, on ne colore que
pour vérifier que l’on n’a pas oublié d’individus dans la cuvette de tri. La détermination des
espèces est souvent plus aisée sur les individus non colorés.
Manuel d’étude et de gestion des oiseaux et de leurs habitats en zones côtières, 2012
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Il est important de veiller à bien reporter les numéros de stations
lorsque l’on change de contenant lors des phases de tri et d’identification.
Détermination
La détermination s’effectue sous loupe binoculaire et microscope. Le
recours à des ouvrages de référence et à un référentiel taxonomique à jour est
indispensable (voir bibliographie). Le niveau d’identification taxonomique
dépend des objectifs de l’étude. Lorsque la phase de détermination de
l’échantillon est achevée, plusieurs informations peuvent être répertoriées
directement (nombre, biométrie…) ou calculées dans un second temps après
une autre série de manipulations (biomasse, indice de condition…).
Dans le cas des spécimens morcelés, il convient de recenser les par-
ties du corps pouvant être identifiées sans équivoque telle que la tête des
annélides. Les effectifs peuvent être rapportés au m
²
, en fonction de la sur-
face échantillonnée.
Manuel d’étude et de gestion des oiseaux et de leurs habitats en zones côtières, 2012
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Liste non exhaustive d’ouvrages de détermination de la faune (exemple pour la
Manche-mer du Nord) :
Les faunes de France
(téléchargeables sur le site de http://www.faunedefrance.org )
B
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Faune de France : 37. Décapodes Marcheurs.
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française des sociétés de sciences naturelles, Office central de faunistique, 404 p.
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Faune de France : 9. Amphipodes.
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çaise des sociétés de sciences naturelles, Office central de faunistique, 488 p.
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Faune de France : 5. Polychètes Errantes.
Fédération française
des sociétés de sciences naturelles, Office central de faunistique, 488 p.
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P. (1927)
Faune de France : 16. Polychètes Sédentaires, Addenta aux er-
rantes, Archiannelides, Myzostomaires.
Fédération française des sociétés de
sciences naturelles, Office central de faunistique, 494 p.
Les ouvrages synthétiques
F
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A Student’s Guide to the Seashore
(Second edition).
Cambridge University press, Cambrige, 564 p.
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J. S. (2003)
Handbook of the Marine Fauna of North-
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. Oxford University Press, Oxford, 800 p.
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The Brackish-Fauna of Northwestern Europe
. Cambridge
University Press, Cambridge, 287 p.
Les « British Fauna »
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Polychaetes: British Chrysopetaloidea,
Pisionoidea and Aphroditoidea
. Synopses of the British Fauna, NS 54, 202 p.
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Polychaetes: British Amphino-
mida, Spintherida and Eunicida
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Synopses of the British Fauna, NS 32, 221 p.
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British Sipunculans : Keys and Notes for the Identification of the
Species
. Synopses of the British Fauna, NS 12, 35 p.
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Polychaetes: British Phyllodocoideans, Typh-
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Synopses of the British Fauna, NS 45,
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Polychaetes Interstitial Families
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Keys and Notes for the
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. Synopses of the British Fauna, NS 44, 150 p.
Sites de référentiels taxonomiques
ERMS (European Register of Marine Species) :
http://www.marbef.org/data/erms.php
WoRMS (World Register of Marine Species) :
http://www.marinespecies.org/
Manuel d’étude et de gestion des oiseaux et de leurs habitats en zones côtières, 2012
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Manuel d’étude et de gestion des oiseaux et de leurs habitats en zones côtières, 2012
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Connaître la profondeur d’enfouissement des annélides
et bivalves
Alain P
ONSERO
, Anthony S
TURBOIS
&
Patrick
T
RIPLET
La détermination des densités et des biomasses des espèces présentes
permet d’estimer la quantité de ressources disponibles, mais non de leur
accessibilité pour les prédateurs considérés. Ceci peut être fait en mesurant
leur profondeur d’enfouissement et en la comparant à la longueur du bec de
l’oiseau considéré.
Méthode
On réalise une carotte verticale de 25 à 30 centimètres de longueur,
qui est sortie et disposée verticalement.
La profondeur d’enfouissement peut
être mesurée avec deux méthodes selon le mode de vie de l’animal. Si celui-
ci vit dans un terrier en dessous de l’horizon réduit (couche noire dans le
sédiment), l’oxygénation du sédiment est particulièrement bien visible, grâce
à son terrier, car les parois sont de couleur orange-clair. Il est possible
d’assimiler la profondeur d’enfouissement des animaux (tels que les anné-
lides) à la plus grande profondeur de leur terrier. Si l’animal vit enfoui mais
qu’il n’a pas de terrier, la profondeur est mesurée à l’aide d’un couteau (
fi-
gure
8). Les bords sont soigneusement coupés en bandes longitudinales, les
plus fines possibles, et la distance séparant le haut de la carotte du haut de la
coquille est assimilée à la profondeur d’enfouissement. Les mesures de pro-
fondeurs sont regroupées en classe de taille de 0,5 millimètres d’intervalle et
de 0 à 12 centimètres. Les individus collectés sont regroupés par intervalles
de profondeur dans une boîte à compartiments. Les mesures litigieuses sont
systématiquement arrondies par excès, puisque la présence d’eau dans le
sédiment semble occasionner une sous-estimation de la profondeur
d’enfouissement. Les individus situés sur le bord de la carotte (donc visibles
sans découpe) ne sont pas pris en compte puisqu’ils peuvent avoir bougé
avec le frottement du carottier lors de l’échantillonnage.
Les bivalves présentent des profondeurs d’enfouissement variables
dans le temps et dans l’espace. Ces différences sont liées à la taille des indi-
vidus, à la longueur de leur siphon, à l’importance de la prédation et à la