ВУЗ: Не указан
Категория: Не указан
Дисциплина: Не указана
Добавлен: 07.09.2021
Просмотров: 1145
Скачиваний: 3
Деятельность систем гуморальной регуляции в значительной степени детерминирована функциональным состоянием коры надпочечников. Вследствие адаптивной природы деятельности данного органа при свежих формах туберкулеза легких функция коры надпочечников «возбуждается», что увеличивает продукцию как противовоспалительных глюкокортикоидов, так и провоспалительных минералокортикоидов. Соотношение между выделением этих двух классов гормонов у различных больных может сильно варьировать. При относительном преобладании противовоспалительных глюкокортикоидов создаются предпосылки для отграничения процесса и торпидного его течения, а избыток минералокортикоидов (дискор-тицизм), напротив, обусловливает экссудативный характер процесса, склонного к прегрессированию. Кроме того, при последнем варианте соотношений кортикостероидов значительно выше возможность развития побочных реакций на противотуберкулезные препараты [Гурьева И. Г., 1974].
При известной продолжительности процесса и выраженности интоксикации функциональные резервы коры надпочечников постепенно истощаются. Вначале это истощение носит латентный характер: содержание гормонов в крови и экскреция их с мочой повышены. Однако такой уровень предельный, и при нагрузке АКТГ функция коры надпочечников не усиливается, иногда наблюдается парадоксальный эффект. При стрессе (операция) может развиться острая сердечно-сосудистая недостаточность вплоть до коллапса и шока.
У больных с хроническими формами туберкулеза легких при большой продолжительности заболевания полностью истощаются функциональные резервы коры надпочечников, и орган уже не может не только адекватно ответить на дополнительную нагрузку, но и обеспечить стабильный физиологический уровень гормонов в крови. В таких условиях возникает состояние гипофункции коры надпочечников (гипокортицизм, «малый аддисонизм»), выявляемое клинически и создающее предпосылки к острому прогрессирующему течению туберкулезного процесса в легких и низкой толерантности к туберкулостатикам. Если состояние латентной гипофункции надпочечников приобретает большое значение в хирургической практике, то клинически выявляемый гипокортицизм предопределяет необходимость в гормонотерапии у терапевтических больных.
Биологическим материалом для исследования функционального состояния коры надпочечников служат кровь и моча. Поскольку у человека кортикостероидные гормоны и их метаболиты выделяются почками, по их содержанию в суточной моче можно оценить уровень экскреции (и соответственно, секреции). С мочой выделяются как продукты полного метаболизма гормонов 17-кетосте-роиды (17-КС), так и неизмененные гормоны или метаболизиро-ванные частично с сохранением их биологических свойств — 17-оксикортикостероиды (17-ОКС). Определение только суточной экскреции 17-КС, нередко рекомендуемое для оценки функционального состояния коры надпочечников у больных туберкулезом, недостаточно информативно, поскольку 17-КС образуются в печени, а при ее недостаточности синтез и выделение гормонов могут падать, количество же неметаболизированных активных гормонов, циркулирующих в крови, напротив, увеличивается. Кроме того, 17-КС являются продуктами метаболизма не только корти-костероидов, но и мужских половых гормонов. Поэтому полное представление о «размерах» секреции гормонов корой надпочечников дает лишь определение суточной экскреции одновременно 17-КС и 17-ОКС. При этом высокий уровень экскреции данных соединений может маскировать состояние латентной недостаточности, которое выявляется только путем двукратных исследований до и после 3-дневной нагрузки АКТГ. Определение в крови суммарного содержания 17-ОКС, их свободных и белковосвязанных форм, а также концентраций гидрокортизона и кортикостерона (или альдостерона) позволяет определять биологическую активность циркулирующих гормонов и взаимоотношение между их глюкокортикоидным и минералокортикоидным компонентами.
4.11. ИММУНОЛОГИЧЕСКИЕ МЕТОДЫ
Оценка состояния основных систем иммунитета, определение их клеточных структур, а также степени развития специфических иммунологических реакций могут помогать в решении ряда задач в клинике туберкулеза: активность процесса, характер течения заболевания, дифференциальная диагностика. Уточнение иммунологического статуса больного важно перед оперативным вмешательством, а также при определении показаний к назначению иммуномодуля-торов. Иммунологические методы применяют для диагностики лекарственной непереносимости, возникающей в процессе химиотерапии. Для оценки иммунного статуса больных используют набор иммунологических методов: тесты оценки состояния Т- и В-лимфоцитов и их субпопуляций (особенно регуляторных) с количественной характеристикой и определением функциональной активности им-мунокомпетентных клеток, определение сенсибилизированных к соответствующим антигенам Т- и В-лимфоцитов или их продуктов (медиаторов и антител).
Ценную информацию могут дать исследования, направленные на обнаружение антигенов микобактерии или других микроорганизмов в таком наиболее доступном материале, как кровь [Авербах М. М. и др., 1984]. Важное значение имеет определение факторов неспецифической реактивности, к которым относятся, например, различные компоненты системы комплемента. Широко используются также реакции для определения функции фагоцитов (полинуклеаров и макрофагов, особенно альвеолярных) при легочных заболеваниях, а также различных сывороточных белков, гормонов и др.
Тесты количественной и функциональной оценки Т-лимфоцитов и их субпопуляций. Розеткообразование с бараньими эритроцитами. Установлено, что розетки с эритроцитами барана образуют Т-лимфоциты [Чередеев А. Н., 1976; Jondal М. et al., 1972 ]. Для постановки данного теста выделяют лейкоцитарную массу путем отстаивания гепаринизированной или дефибринированной крови (спонтанное отстаивание или с добавлением желатина), затем лейкоциты осаждают центрифугированием либо лимфоциты выделяют из цельной крови центрифугированием в градиенте фиколл/ге-пак (уротраст, изопак, верографин). После этого лимфоциты соединяют с эритроцитами барана и через определенный срок инкубации готовят мазки, которые фиксируют глутаровым альдегидом и окрашивают азур-эозином (или просматривают в камере Горяева нативные препараты). В препаратах определяют процент лимфоцитов, образовавших розетки с эритроцитами (не менее 3 эритроцитов, прикрепившихся к одному лимфоциту). Рекомендуется также пересчет количества розеткообразующих клеток в абсолютных показателях (так как число лимфоцитов в крови при различной патологии, естественно, имеет большие колебания). В норме в крови обнаруживается 50—70% розеткообразующих Т-клеток.
Для определения и подсчета Т-лимфоцитов используют моно-клональные антитела (ОКТ или других серий) против маркеров
Т-лимфоцитов. Проба состоит из этапов добавления моноклональных антител к взвеси лимфоцитов, антисыворотки против иммуноглобулинов, включающей, например, радиоактивную или флюоресцирующую метку, с последующей ее регистрацией.
Реакция стимуляции Т-лимфоцитов митогена-ми. Показано, что ряд митогенов, в первую очередь таких, как фитогемагглютинин (ФГА) и конканавалин А (кон-А), вызывают бласттрансформацию и митозы Т-лимфоцитов [Ling М., 1975]. Для постановки теста с ФГА лейкоциты или лимфоциты выделяют описанным выше способом и затем культивируют в присутствии ми-тоге на в течение 72 ч. По окончании культивирования готовят мазки, которые окрашивают азур-эозином или другим методом и определяют процент бластных клеток (молодых клеточных форм) и/или митозы. В норме в культурах с ФГА обнаруживается 60—95% бластных клеток.
Другим способом оценки активации лимфоцитов под действием митогенов является определение включения 3Н-тимидина (или других меченых предшественников нуклеиновых кислот или аминокислот) в ДНК. 3Н-тимин добавляют в культуры лимфоцитов за 2—12 ч до конца культивирования. После инкубации клеточную массу отмывают, лизируют NaOH, гиамином или растворителем NCS (для выхода включенной радиоактивности в жидкость), помещают в сцин-тилляционную жидкость и определяют число импульсов в опыте (культура с ФГА) и контроле (без ФГА) в жидкостном сцинтилля-ционном счетчике (например, отечественный счетчик СБС).
Определение субпопуляций Т-лимфоцитов производят различными способами. Существуют способы определения по степени связывания этих клеток с эритроцитами барана (активное, авидное, стабильное, аффинное розеткообразование, гигантские розетки и т. д.), по чувствительности к теофиллину и др. Наиболее признанным и распространенным методом является определение количества Т-хелперов (индукторов и Т-супрессоров) цитотоксиче-ских лимфоцитов по наличию на их поверхности рецепторов для Fc-фрагментов IgM и IgG (T^ и Ту-лимфоциты) [Петров Р. В. и др., 1980; MorettaA. et al., 1977].
Для постановки данного теста используют эритроциты быка, покрытые кроличьими антителами класса IgM (для определения Т-хелперов) и IgG (для определения Т-супрессоров). Реакция состоит из нескольких этапов. Вначале выделяют лимфоциты на градиенте фиколл/верографин, от макрофагоподобных примесей освобождаются при инкубации клеток на пластиковых чашках Петри. Неприлипшие лимфоциты смешивают с эритроцитами барана, обработанными нейраминидазой. После инкубации вновь отделяют на градиенте Т-лимфоциты, образовавшие розетки с эритроцитами (в осадке при центрифугировании), от В-лимфоцитов (в интерфазе). Этот этап можно повторить для лучшей очистки. Розетки разделяют хлоридом аммония или дистиллированной водой, и освобожденные Т-лимфоциты используют в реакции розеткообразования с эритроцитами быка с IgG-антителами для определения Ту-лимфоцитов
(супрессоров). После 12-часовой инкубации в термостате в культу-ральной среде, содержащей 15—20% телячьей эмбриональной сыворотки и некоторые добавки, для восстановления IgM-рецепторов Т-клетки используют в реакции розеткообразования с эритроцитами быка, покрытыми IgM-антителами для определения Т^-лимфоцитов (хелперов).
Для функциональной оценки субпопуляций Т-хелперов и Т-супрессоров можно разделить эти клетки (после постановки реакций розеткообразования) центрифугированием в том же градиенте фи-колл/верографин как это описано выше (см. выделение чистой взвеси Т-лимфоцитов).
Получены моноклональные антитела (например, ОКТ4 и ОКТ8 или других серий) для определения Т-хелперов или Т-супрессоров.
Определение супрессорной активности лимфоцитов (мононукле-аров) [по Петрову Р. В. и др., 1980]. Супрессивная активность моно-нуклеаров может быть определена при активации кон-А, используемого в относительно высокой концентрации или в так называемом спонтанном варианте. В первом случае испытывается действие на реакцию стимуляции тест-лимфоцитов в культуре с ФГА. Лимфоциты выделяют из крови больного (в градиенте фиколл/верографин), инкубируют в течение 24 ч в культуральной среде в присутствии кон-А, затем их рост останавливают митомицином С. Во втором случае применяют свежевыделенные лимфоциты больного, обработанные митомицином С и предварительно неинкубированные.
Тест-лимфоцитами могут служить аутолимфоциты, свежевыделенные из крови больного, либо лимфоциты донора. В разных количествах их смешивают с лимфоцитами, супрессивное действие которых используется, и определяют их активность в стимуляции бласттрансформации или синтеза ДНК в стандартной реакции с ФГА. Контролями служат: 1) реакция тест-лимфоцитов в «чистой популяции» в присутствии ФГА; 2) то же без ФГА; 3) тест-лимфоциты с ФГА+лимфоциты больного, инкубируемые в культуральной среде в течение того же времени, но в отсутствие кон-А этот этап инкубации занимает 72 ч. О степени активирующего или спонтанного супрессивного действия судят по величине снижения (подавления) реакции стимуляции тест-лимфоцитов в культуре с ФГА. Показателем супрессии служит индекс, вычисляемый разными способами.
По данным Р.В.Петрова и соавт. (1980), у здоровых людей примерно в 13% случаев может быть обнаружена не супрессия, а активация пролиферации тест-лимфоцитов в указанных условиях. Mizarski и соавт. (1981) указывают, что активация чаще происходит при использовании низких концентраций кон-А (5 мкг/мл), при повышении дозы (до 20 мкг/мл) активация может проявляться только при уменьшении (до 24 ч) времени инкубации. Czernicki и соавт. (1981) при обработке мононуклеаров 40 мкг/мл кон-А ни в одном случае не обнаружили активацию.
Для оценки специфического клеточного противотуберкулезного иммунитета чаще используют реакции стимуляции лимфоцитов туберкулином (ППД) и торможения миграции лейкоцитов с тем же антигеном.
Реакция стимуляции лимфоцитов с ППД служит для определения степени сенсибилизации к микобактериальным антигенам (реакция обусловлена взаимодействием Т-клеток с ППД). Методика постановки реакции при морфологическом учете бласт-трансформации или при оценке степени синтеза ДНК не отличается от учета реакции с ФГА (срок культивирования 96 ч, доза ППД варьирует от 10 до 200 мкг). У здоровых туберкулинотрицательных людей показатель реакции обычно не превышает 1 % (при морфологическом учете).
Реакция торможения миграции с ППД предназначена для тех же целей, что реакция бласттрансформации. Лейкоциты получают, центрифугируя плазму, выделенную из крови одним из описанных выше методов (см. постановку реакции бласттрансформации с ФГА). Осадок лейкоцитов набирают в стеклянные капилляры диаметром 1 мм, центрифугируют в них и помещают в куль-туральные камеры, содержащие питательную среду (контроль) и ППД (опыт). Результат реакции оценивают через 24 ч по соотношению площадей, занимаемых мигрирующими клетками в опыте и контроле. ППД применяют в концентрации 100—200 мкг/мл. У здоровых людей индекс реакции обычно варьирует от 0,8 до 1,2 (в зависимости от дозы антигена и наличия сенсибилизации клеток). Применяют также иные варианты метода, например миграцию лейкоцитов в агарозе [Стрельцов В. П., Владимирский М. А., 1977].
Тесты оценки количества и реактивности В-клеток. Комплементарные розетки. Установлено, что в присутствии комплекса эритроциты — антисыворотка и комплемент розетки с эритроцитами (например, человека) образуют В-лимфоциты [Mendes М. et al., 1973]. Для постановки данного теста лимфоциты выделяют теми же способами, которые описаны выше. Затем тест-эритроциты человека (лучше с кровью группы 0) инкубируют с антиэритроци-тарной сывороткой (получаемой от кроликов, иммунизированных эритроцитами человека). Следующий этап — инкубация эритроцитов, нагруженных антиэритроцитарными антителами, с комплементом (источник комплемента — донорская сыворотка крови человека). После этого готовую систему эритроциты — антитела к ним и комплемент соединяют с испытуемыми лимфоцитами, фиксируют их глутаровым альдегидом, делают мазки. Последний этап — окраска и подсчет розеткообразующих лимфоцитов — осуществляют тем же способом, что и при определении Т-розеток. В норме в периферической крови обнаруживают 10—20% комплементарных розеток.
Существуют и другие способы определения и подсчета В-лимфоцитов, основанные на выявлении поверхностных маркеров этих клеток, например по наличию иммуноглобулиновых рецепторов с использованием системы эритроциты + антитела в методе розеткообразования. В-лимфоциты также могут образовывать розетки с эритроцитами мышей, в норме обнаруживается примерно 15—20% таких В-клеток. В последние годы появилась возможность определять количество В-клеток с помощью моноклональных антител, полученных против их маркеров, аналогично определению других популяций и субпопуляций иммунекомпетентных клеток.