Файл: РУКОВОДСТВО ПО ВНУТРЕННИМ БОЛЕЗНЯМ.doc

4—1213

97

Для правильной интерпретации положительных реакций Манту с 2 ТЕ с целью дифференциальной диагностики инфекционной и поствакцинальной аллергии у иммунизированных БЦЖ детей и подростков необходимо учитывать интенсивность положительной ту­беркулиновой реакции: число прививок БЦЖ, наличие и размер поствакцинальных рубчиков, срок, прошедший после прививки, на­личие или отсутствие контакта с больным туберкулезом, наличие клинических признаков заболевания.

Формирование специальных бригад (две медицинские сестры и врач) для проведения массовой туберкулинодиагностики в детских коллективах (детские ясли, сады, школы) и ревакцинации БЦЖ в декретированных возрастных группах школьников возлагается на детские поликлиники, которые из имеющихся штатов поликлиник и детских учреждений специальным приказом выделяют медицин­ский персонал, а также утверждают график его работы в детских коллективах. «Неорганизованным» детям раннего и дошкольного возраста пробы Манту с 2 ТЕ ставят в детской поликлинике. Еже­годно туберкулинодиагностикой должно охватываться 95—100% дет­ского и подросткового населения данного района (города, области, края и т. д.). В случае возникновения временных медицинских противопоказаний для постановки пробы Манту с 2 ТЕ, указанных в инструкции по применению туберкулиновых проб, все дети и подростки должны охватываться туберкулинодиагностикой после снятия временных противопоказаний.

Пробу Манту ставят строго асептически. В кожу средней трети внутренней поверхности предплечья вводят «однограммовым» (ту­беркулиновым) шприцем 0,1 мл препарата. Требуемое количество туберкулина набирают одноразовым шприцем с длинной иглой. Затем на шприц надевают другую тонкую короткую иглу. Для каждого обследуемого употребляют отдельные шприц и иглу. По­становку и оценку пробы Манту производит врач или специально обученная медицинская сестра под наблюдением врача. Результаты пробы Манту оценивают через 72 ч. Величину папулы измеряют при помощи прозрачной миллиметровой линейки. Регистрируют поперечный (по отношению к оси руки) диаметр папулы: при ди­аметре папулы от 0 до 1 мм реакция считается отрицательной, от 2 до 4 мм — сомнительной, от 5 мм и более — положительной. Гиперергическими у детей и подростков считают реакции с диамет­ром инфильтрата 17 мм и более, у взрослых — 21 мм и более, а также везикуло-некротические реакции независимо от размера ин­фильтрата с лимфангоитом или без него.

Частота виража туберкулиновых реакций и гиперергии у детей и подростков (до 17 лет) зависит от эпидемиологической ситуации по туберкулезу в том или ином районе, от качества иммунизации БЦЖ и туберкулинодиагностики, а также возраста детей. При ка­чественно проводимых вакцинации и ревакцинации БЦЖ и тубер­кул инодиагностике первичное инфицирование (вираж) отмечается в среднем у 0,3—1,5%, а гиперергия — у 0,5—3,0% всех обсле­дованных детей и подростков, у детей раннего возраста вираж туберкулиновых реакций наблюдается в 0,05—0,3%, а гиперергия — в 0—0,25% случаев. Показатели первичного виража туберкулиновых реакций ориентировочные, так как их определяют по отношению не к числу неинфицированных, а к числу обследованных детей и подростков.

Первичное инфицирование туберкулезом чаще наступает у детей, не имеющих или имеющих маленькие (2—3 мм) послепрививочные кожные знаки и у которых менее выражен прививочный иммунитет. Поэтому вираж туберкулиновых реакций в 85—90% случаев на­ступает у детей и подростков, имевших в предшествующем году отрицательную реакцию Манту с 2 ТЕ. Определению впервые по­ложительных реакций у этих детей и подростков не мешает после-вакцинная аллергия, и при систематическом ежегодном повторении пробы Манту с 2 ТЕ легко выявить переход отрицательной реакции в положительную (папула 5 мм и более).

При качественно проведенных противотуберкулезных иммуни-зациях и туберкулинодиагностике процент отрицательно реагирую­щих детей и подростков может колебаться в среднем от 35 до 45. У детей раннего и дошкольного возраста отрицательная реакция Манту с 2 ТЕ отмечается чаще (60—50%), чем у школьников (у 40—30%). Однако эти дети и подростки в 87—90% случаев реа­гируют на большие дозы туберкулина проявлением послевакционной аллергии, что свидетельствует о сохранении у них постепенно ос­лабевающего прививочного иммунитета.

Первое сплошное обследование детей и подростков проводят в 1, 5 и 9 классах, т. е. перед очередной ревакцинацией БЦЖ, когда у многих иммунизированных отмечается угасание или резкое ос­лабление послевакцинной аллергии. Второе обследование тех же детей и подростков по пробе Манту с 2 ТЕ осуществляют во 2, 6 и 10 классах в то же время года, что и первое.

К неинфицированным микобактериями туберкулеза детям и под­росткам относятся: все лица с отрицательными реакциями Манту с 2 ТЕ; все лица, которым после установления отрицательной реакции в 1-й год обследования была проведена ревакцинация БЦЖ и во 2-й год обследования все сомнительные и положительные реакции у них расцениваются как проявление послевакцинной ал­лергии — лица, у которых на 2-м году обследования отмечалось ослабление реакции (уменьшение диаметра инфильтрата на 6 мм и более).

К инфицированным по пробе Манту с 2 ТЕ относятся лица, у которых при наблюдении в динамике: 1) стойко сохраняется реакция с инфильтратом 12 мм в диаметре и более; 2) отмечается усиление предыдущей сомнительной или положительной реакции — диаметр инфильтрата увеличивается на 6 мм и более (например, диаметр был 2 мм — стал 8 мм, был 3 мм — стал 9 мм, был 4 мм — стал 10 мм, был 5 мм — стал 11 мм, был 6 мм — стал 12 мм и т. д.); 3) отмечается усиление положительной реакции — увеличение диаметра инфильтрата менее чем на 6 мм, но с образованием инфильтрата, характерного для инфекционной аллергии (на-

4*

99

пример, диаметр был 8 мм — стал 12 мм, был 9 мм — стал 12 мм и более, был 10 мм — стал 12 мм и более и т. д.).

Особенностями послевакцинной аллергии являются: а) ее мень­шая интенсивность по сравнению с инфекционной аллергией, на­личие отрицательных, сомнительных и нерезко выраженных поло­жительных внутрикожных реакций с диаметром инфильтрата до 11 мм (у 90,6% иммунизированных); только у 9,4% детей и подростков диаметр инфильтратов при постановке туберкулиновых реакций достигает 12—16 мм, что может имитировать инфекционную ал­лергию; гиперергические реакции (диаметр инфильтрата 17 мм и более) нехарактерны для поствакцинальной аллергии, а свойственны инфекционной; б) ослабление реакции при наблюдении в динамике, наибольшая интенсивность поствакцинальной аллергии отмечается в первые 1—I^х/i года после иммунизации, в дальнейшем — снижение ее интенсивности. Однако все эти признаки относительны, и в каждом отдельном случае вопрос о наличии послевакцинной или инфекционной аллергии должен решаться индивидуально.

Еще несколько десятков лет назад считалось, что неинфициро-ванные микобактериями туберкулеза лица, не обладая иммунитетом против туберкулеза, заболевают значительно чаще, чем инфициро­ванные. В современных более благоприятных эпидемиологических условиях, наоборот, инфицированные лица заболевают туберкулезом в 2—4 раза чаще, чем неинфицированные. При этом среди всех инфицированных группой наибольшего риска являются люди с ги­перчувствительностью к туберкулину — они заболевают туберку­лезом в 2—7 раз чаще, чем лица со слабой и умеренной чувстви­тельностью к туберкулину [Гинзбург Е. А., 1965; Меве Е. Б., 1970, и др.].

В целях клинической диагностики, кроме пробы Манту с 2 ТЕ, в противотуберкулезных диспансерах и стационарах может приме­няться проба Манту с различными дозами туберкулина и другие методы исследования чувствительности к туберкулину: градуиро­ванная накожная проба, подвижная проба Коха, определение ту­беркулинового титра, эозинофильно-туберкулиновая, гемо- и бел-ково-туберкулиновые пробы и др.

В клинических условиях часто применяют градуированную на­кожную пробу, являющуюся модификацией пробы Пирке. В отличие от последней, которую ставят с отдельным цельным туберкулином Коха, при проведении градуированной накожной пробы используют растворы туберкулина различной крепости. По методике, предло­женной Н. Н. Гринчаром и Д. А. Карпиловским (1935), на кожу внутренней поверхности предплечья или передней поверхности бедра наносят по каплям 4 различных раствора туберкулина: 100%, 25%, 5% и 1% и в качестве контроля пятую каплю — 0,25% раствора карболовой кислоты в изотоническом растворе NaCl, на котором готовят растворы туберкулина. Предварительно кожу обрабатывают эфиром или 0,25% раствором карболовой кислоты. Скарификацию кожи через нанесенные капли производят, начиная с контрольного раствора, снизу вверх, и постепенно «подходят» к цельному тубер­кулину. Появление белых валиков вокруг скарификации свидетель­ствует о том, что туберкулин всосался. Реакцию проверяют через 24, 48 и 72 ч, измеряя поперечный размер инфильтрата.

Реакция на 4 разведения туберкулина может быть различной как по величине инфильтрата, так и соответствию степени реакции силе раствора. По мнению Н. А. Шмелева (1952), эта проба харак­теризует фазовые состояния нервной системы. У здоровых, но уже инфицированных лиц градуированная накожная проба бывает адек­ватной, т. е. с уменьшением концентрации туберкулина снижается интенсивность реакции. У больных туберкулезом (особенно хрони­чески текущими формами) могут отмечаться неадекватные реакции, т. е. на менее концентрированные растворы туберкулина появляются более выраженные реакции (парадоксальная реакция) или реакции одинаковой интенсивности (уравнительная реакция).

В детской практике обследование ребенка в стационаре или диспансере часто начинают с постановки градуированной накожной пробы. При отрицательном ее результате необходимо применять пробу Манту, начиная с дозы 2 ТЕ, а при отрицательном результате применять 100 ТЕ. Обычно при отрицательной реакции Манту с дозой 100 ТЕ можно думать об отсутствии туберкулезной реакции. Пробы Манту с более низкой концентрацией (дозой) туберкулина применяются в основном для определения порога чувствительности организма к туберкулину с целью дифференциальной диагностики и проведения туберкулинотерапии.

Подкожная проба Коха более чувствительна, чем проба Манту. Применение ее показано в случаях дифференциально-диагностиче­ских затруднений главным образом у взрослых, при этом используют 10 — 20 — 50 ТЕ (0,5 — 1 — 2,5 мл очищенного туберкулина в стандартном разведении 2 ТЕ). У детей она применяется реже в дозе 10—20 ТЕ только после отрицательной реакции Манту с 2 ТЕ. Подкожная проба может вызвать реакцию как на месте введения туберкулина, так и очаговую и общую. Эта проба ценна при диф­ференциальной диагностике. При наличии очаговой реакции в месте поражения легочной ткани можно думать о специфической этиологии заболевания. Во всех случаях учитывают не только местную, оча­говую и общую реакцию, но и сдвиги в СОЭ, формуле крови и белковых фракциях сывороток крови (гемо- и белково-туберкули-новые пробы). Эти показатели определяют предварительно, до вве­дения туберкулина и спустя 24—48 ч.

Гемотуберкулиновая проба считается положительной, если от­мечаются изменения 3 компонентов гемограммы: увеличение СОЭ на 3 мм/ч и более; увеличение числа лейкоцитов на 1»10⁹/л и более; увеличение в 2 раза палочкоядерного сдвига, уменьшение количества лимфоцитов на 10% и более. Белково-туберкулиновая проба считается положительной, если отмечается снижение коли­чества альбуминов, повышение уровня аг- и у-глобулинов не менее чем на 10%. Эта проба бывает положительной у 75—80% детей и подростков с локальными формами активного туберкулеза, тубер­кулезной интоксикацией. Несколько реже (50—60%) она положи­тельна при вираже туберкулиновых реакций и гиперчувствитель­ности к туберкулину. В последнее время пробы Коха используются также для выявления сдвигов в реакциях Т- и В-систем иммунитета (бласттрансформация, миграция лимфоцитов и др.) с целью диф­ференциальной диагностики и определения активности процесса.

4.6. МИКРОБИОЛОГИЧЕСКАЯ ДИАГНОСТИКА ТУБЕРКУЛЕЗА И МИКОБАКТЕРИОЗОВ

Выявление микобактерии туберкулеза в различном патологиче­ском материале от больных имеет решающее значение для поста­новки диагноза туберкулезной инфекции. Именно обнаружение воз­будителя туберкулеза является основным и бесспорным критерием, свидетельствующим о специфической природе заболевания. Обна­ружение микобактерии имеет решающее значение не только для диагностики туберкулеза, оно чрезвычайно важно при прогнозиро­вании течения процесса, выборе рациональной схемы лечения и правильной оценке его эффективности.

Вследствие широкого применения химиотерапевтических препа­ратов в последние десятилетия отмечаются существенные изменения многих свойств микобактерии туберкулеза: морфологии самого воз­будителя и его колоний на питательных средах, тинкториальных свойств, лекарственной чувствительности, вирулентности для опре­деленных видов животных. В то же время существенно расширились знания о разнообразных формах существования возбудителя («ви­димые, но не растущие», L-трансформированные, ультрамелкие ави-зуальные) и их патогенетической роли; увеличился удельный вес микобактериозов, вызываемых нетуберкулезными (атипичными, оп­портунистическими, анонимными) кислотоустойчивыми микобакте­риями. Это значительно затрудняет и усложняет микробиологиче­скую диагностику туберкулеза и требует комплексного подхода к оценке ее результатов.

Микобактерии туберкулеза — тонкие, прямые или слегка изо­гнутые палочки длиной 1 —10 (чаще 1—4) мкм, шириной 0,2—0,6 мкм, гомогенные или зернистые с незначительно закругленными концами. Они неподвижны, не образуют эндоспор, конидий и капсул. Морфология и размеры бактериальных клеток подвержены значи­тельным колебаниям и во многом зависят от возраста микроорга­низма и особенно от условий его существования и состава пита­тельной среды.

Микобактерии характеризуются выраженным многообразием форм существования, большим полиморфизмом и широким диапа­зоном изменчивости биологических свойств (плеоморфизмом). Опи­саны многочисленные морфологические варианты микобактерии: ги­гантские формы с колбовидно утолщенными разветвлениями, ните­видные, мицелиеподобные и булавовидные, дифтероидные и анти-микотические формы. На основании указанного морфологического многообразия в современной микробиологической классификации признана установленной филогенетическая связь возбудителя ту­беркулеза с лучистыми грибами, что получило отражение в названии вида, рода и семейства — микобактерии. Учитывая, что возбудитель туберкулеза является неспороносным, имеет палочковидную форму и принадлежит к низшим грибам, VI Всесоюзный съезд фтизиатров рекомендовал придерживаться термина «микобактерии туберкулеза» (mycos — гриб, bacterium — палочка). В связи с этим не следует называть возбудитель туберкулеза бациллой, так как бациллами называются микроорганизмы, способные образовывать споры.

Многочисленными исследованиями доказана способность мико­бактерии образовывать фильтрующиеся формы, «видимые, но не растущие» формы с ослабленной жизнеспособностью, некислото­устойчивые формы. Однако биологическая и патогенетическая роль этих форм окончательно не выяснена. Получено много новых данных о дефектных по клеточной стенке L-формах микобактерии, описаны их биологические свойства и изучена патогенетическая роль при раз­личных клинических проявлениях процесса и в эксперименте [Хо-менкоА. Г., Дорожкова И. Р., Земскова 3. С, Карачунский М. А., 1968—1990].

Наряду с изменчивостью морфологии микобактериям туберкулеза свойственна широкая изменчивость и других признаков, в частности весьма характерного для них признака кислотоустойчивости. Кис-лотоустойчивость слагается из двух свойств: плохого восприятия окраски и ее сохранения при обесцвечивающем действии кислот, оснований и спиртов. Это характерная особенность всех видов ми­кобактерии, за которую они получили название кислото-, спирто-и щелочеустойчивых. Данное свойство имеет первостепенное зна­чение для микобактерии, так как на нем основаны практически все методы бактериоскопического и культурального выявления и иден­тификации микроорганизма. Кислотоустойчивость обусловлена вы­соким содержанием в микробной клетке миколовой кислоты, вхо­дящей в состав липидных комплексов и находящейся в соединении с высокомолекулярным спиртом — фтиоциролем. Последний явля­ется составной частью восковых субстанций микобактерии. Кисло­тоустойчивость выявляется с помощью только специальных методов окраски, основным из которых является метод Циля — Нильсена.

При окраске по Цилю — Нильсену кислотоустойчивые микобак­терии туберкулеза выглядят ярко-красными на синем фоне препа­рата. В результате воздействия неблагоприятных условий сущест­вования, а также ряда лекарственных веществ и химиотерапевти-ческих средств микобактерии могут полностью или частично утра­чивать свойство кислотоустойчивости. Это ведет к образованию смешанной, состоящей из кислото- и некислотоустойчивых особей или полностью некислотоустойчивой популяции. Такие тинктори-ально измененные микобактерии не обнаруживаются обычными бак-териоскопическими методами (при окраске мазков по Цилю — Ниль­сену), но выявляются другими специальными способами. Поэтому на современном этапе вопрос о прекращении бактериовыделения у больных туберкулезом, леченных противотуберкулезными препара­тами, должен решаться только на основании данных, полученных комплексными бактериоскопическими и бактериологическими мето­дами.

Ранее род Mycobacterium формально подразделялся на подроды и типы, однако согласно последним таксономическим исследованиям и заключению Международной рабочей группы по таксономии ми­кобактерии, род Mycobacterium в практических целях подразделяется на 3 большие группы: I — медленно растущие, II — быстро растущие и III — организмы, предъявляющие особые требования к питатель­ным средам, но не культивирующиеся in vitro [Runyon Е. Н. et al., 1974; Runyon E. H., 1987]. К I группе относятся микобактерии, которые при оптимальных условиях питания и температуры дают на плотных средах рост макроскопически видимых колоний через 7 дней и более. К этой группе относятся виды Mycobacterium tuberculosis, М. bovis, М. africanum, М. microti, а также ряд видов медленно растущих микобактерии, которые классифицируются как нетуберкулезные: М. kansasii, М. marinum, М. simiae, М. gastri и др. Ко II группе относятся микобактерии, дающие на плотных средах рост видимых невооруженным глазом колоний в течение менее 7 дней. К ним относятся виды М. phlei, М. vaccae, М. diernhoferi, М. smegmatis, М. fortuitum и др. К III группе относятся не растущие на питательных средах возбудители проказы М. leprae, М, lepraemurium, М. haemophilum.

Основными методами лабораторной диагностики туберкулеза яв­ляются классические микробиологические методы: бактериоскопия; культуральное исследование, или посев; биологичная проба на чув­ствительных к туберкулезной инфекции лабораторных животных. Каждый из указанных методов имеет определенные достоинства и недостатки, что позволяет в каждом конкретном случае дифферен­цированно подходить к их применению.

Сбор материала для исследования. Соблюдение правил сбора, хранения и транспортировки диагностического материала имеет очень важное значение, так как от этого зависит не только досто­верность получаемых результатов, но и эпидемиологическая без­опасность окружающих.

Материал для исследования на наличие микобактерии туберку­леза собирают в стерильные контейнеры (стеклянные банки) с плотно завинчивающимися крышками. Применение герметизированных контейнеров преследует двоякую цель: предотвращение просачива­ния содержимого и загрязнения окружающей больного среды чрез­вычайно стойкими к физическим воздействиям микобактериям и изоляцию сохраняющегося в контейнере исследуемого материала от широко распространенных вегетирующих в окружающей среде кис­лотоустойчивых бактерий. Для исследования может быть использо­ван разнообразный патологический материал: мокрота, аспират, со­держимое бронхов и другие материалы, получаемые при бронхо­скопическом исследовании, промывные воды бронхов и желудка, экссудаты, гной, отделяемое ран, спинномозговая жидкость, кровь, моча, операционный материал, смывы с предметов, органы экспе­риментальных животных и пр.

У больных с легочными формами процесса объектом исследования чаще служит мокрота. Сбор мокроты — весьма ответственный этап диагностической процедуры, от четкого проведения которого во мно­гом зависит результат исследования. Кроме того, в момент откаш­ливания мокроты создается очень высокий риск воздушно-капельного распространения инфекции. В связи с этим желательно, чтобы сбор мокроты производился по возможности в отдалении от других лю­дей — на открытом воздухе или в отдельной, хорошо вентилируемой комнате. Обычно у больных, выделяющих мокроту в достаточном количестве, для исследования собирают утреннюю порцию. Если больной выделяет мало мокроты, ее следует собирать в течение суток, при этом обязательно собранный материал хранить в холо­дильнике. Если исследование производится на фоне лечения, за 2 сут до сбора мокроты прием противотуберкулезных препаратов от­меняется.

Согласно рекомендациям, разработанным Международным сою­зом по борьбе с туберкулезом (1976), сбор мокроты должен произ­водиться в присутствии и при непосредственном участии среднего медицинского персонала. При этом лицам, ответственным за сбор мокроты, следует руководствоваться следующими правилами.

1. Объяснить больному причины исследования и необходимость откашливать содержимое глубоких отделов дыхательных путей, а не собирать в контейнер слюну или носоглоточную слизь. Необхо­димо также предупредить больного, что он должен предварительно почистить зубы и прополоскать полость рта кипяченой водой, что позволяет механически удалить основную часть микрофлоры, веге-тирующей в ротовой полости.

2. Присутствующий при сборе мокроты медицинский работник должен открыть стерильный контейнер, снять с него крышку и передать больному только донную часть контейнера.

3. Стоя позади больного, следует рекомендовать ему держать конктейнер как можно ближе к губам и сразу же сплевывать в него мокроту по мере ее откашливания.

4. По завершении сбора мокроты медицинский работник должен оценить ее количество и качество; контейнер с порцией мокроты достаточного объема (не менее 3—5 мл), содержащей уплотненные или гнойные комочки без слюны, тщательно закрывают завинчи­вающейся крышкой, маркируют и помещают в специальный ящик для транспортировки в лабораторию.

В том случае, если больному не удается сразу выделить необ­ходимое количество мокроты, следует ободрить его и посоветовать сделать повторные кашлевые попытки, так как многие больные не могут сразу в течение нескольких минут выделить мокроту из глубоких отделов дыхательного тракта. В случае, если и отсроченная попытка получить мокроту оказывается неудачной, необходимо уда­лить контейнер и подвергнуть его обеззараживанию; вымыть руки с мылом и выдать больному новый стерильный контейнер для сбора утренней порции мокроты. Предварительно надо убедиться в том, что больной правильно понял все требования и правила сбора мок­роты и пользования контейнером, а также проинструктировать боль­ного, что он должен как можно раньше доставить мокроту в лабо­раторию — немедленно после ее сбора.

Если же больной не выделяет мокроту или выделяет ее только эпизодически и в скудном количестве, то накануне и рано утром в день сбора мокроты больному следует дать отхаркивающее средство или применить раздражающие аэрозольные ингаляции. Последние провоцируют усиление секреции бронхов, кашель и отделение мок­роты. Для аэрозольных ингаляций пользуются портативными аэро­зольными ингаляторами типа АИ-1. В качестве ингалируемой смеси рекомендуется 15% раствор хлорида натрия в 1% растворе бикар­боната натрия (150 г NaCl и 10 г NaHCCb на 1 л дистиллированной воды). Поскольку ингалируемый раствор вызывает усиленную са­ливацию еще до появления кашля с мокротой, то больной должен удалить слюну в специально приготовленную посуду с хлорамином и только после этого собрать мокроту для микробиологического исследования. Гиперсекреция бронхиального содержимого у боль­шинства больных наблюдается еще в течение суток после аэрозоль­ной ингаляции, что должно быть использовано с целью получения материала для обнаружения микобактерии туберкулеза. Поэтому больному рекомендуют собрать мокроту для второго исследования в течение суток после ингаляции.

Если при раздражающей ингаляции почему-либо не удается полу­чить мокроту, то используют промывные воды бронхов или желудка. Последний метод применяется преимущественно у детей младшего возраста, которые плохо откашливают мокроту и часто заглатывают ее. Данный метод может оказаться полезным также у больных с подавленным кашлевым рефлексом, у которых не удается получить материал даже при провоцирующих ингаляциях.

Сбор промывных вод бронхов производится врачом-отоларинго­логом. Промывные воды желудка берут натощак с помощью толстого зонда, предварительно дав больному выпить или введя через зонд 100—150 мл раствора бикарбоната натрия (питьевой соды) в целях нейтрализации кислой реакции желудочного содержимого. Промыв­ные воды желудка должны исследоваться немедленно, чтобы иск­лючить повреждающее воздействие на возбудителя желудочных фер­ментов.

Более ценным материалом для исследования при отсутствии мокроты являются аспираты из трахеи и бронхов, бронхоальвео-лярная лаважая жидкость, а также материалы прицельной катетер-и щеточной биопсии, получаемые при бронхологических исследова­ниях.

Экссудаты из плевральной полости, отделяемое ран, аспираты и пунктаты из закрытых натечников, гнойных очагов, асцитическая жидкость и другие материалы должны быть взяты у больного с соблюдением всех правил асептики, помещены в стерильную посуду и доставлены в лабораторию. В отношении этих материалов прак­тикуется двоякий подход. В большинстве лабораторий применяется стандартная техника обеззараживания, что подразумевает загряз­нение указанных материалов неспецифической гноеродной флорой. Наряду с этим в некоторых лабораториях практикуют предвари­тельные посевы на бульон Хоттингера с 0,5% глюкозы, агаризо-ванную среду Тароцци (0,15%) и кровяной агар для того, чтобы определить сопутствующую флору и, следовательно, необходимость специальной обработки.

Особого методического подхода требует исследование менстру­альной крови. Наличие в этом материале большого количества протеолитических, фибринолитических и других ферментов требует незамедлительной доставки материала в лабораторию и тщательной его обработки, так как менструальная кровь является весьма бла­гоприятной средой для микробной флоры.

Особого внимания требует сбор мочи. Для исследования исполь­зуют обычно среднюю порцию утренней мочи, полученной после тщательного туалета наружных половых органов растворами анти­септиков (слабый раствор перманганата калия, риванола и пр.). Мочу центрифугируют, осадок используют для микроскопии и об-рабатываают 3—5% раствором серной кислоты, но не щелочью. Сбор суточной мочи для бактериологического исследования мало­рационален. При накоплении мочи в течение суток невозможно сохранить ее стерильность. Хранение емкости с мочой в холодном месте может привести к выпадению солей, что неблагоприятно отражается на последующей обработке осадка. Кроме того, в моче содержатся бактерицидные продукты, которые могут не только уг­нетать жизнеспособность микобактерии, но в течение суток даже разрушить микробные клетки. Установлено, что при хранении мочи после сбора более 1 ч число микробных клеток неспецифической микрофлоры увеличивается в несколько раз. Ферменты жизнедея­тельности этой флоры могут угнетать рост микобактерии. И, нако­нец, при сборе мочи в течение длительного времени следует иметь в виду возможность попадания в нее кислотоустойчивых сапрофитов, что может привести к диагностическим ошибкам. В этом отношении особенно осторожно должны оцениваться результаты исследования мочи, полученной от мужчин, так как в ней могут обнаруживаться Mycobacterium smegmatis и другие атипичные микобактерии, которые ошибочно могут быть приняты за микобактерии туберкулеза.

Объектом исследования могут служить также кусочки тканей, полученных во время операции, или органы экспериментальных животных. Такой материал, взятый стерильно, помещают в ступку, тщательно измельчают с помощью стерильных ножниц, затем рас­тирают пестиком, постепенно добавляя 5—7 мл стерильного изото­нического раствора NaCl, а затем обрабатывают 3—5 % серной кислотой. Обработка кусочков тканей щелочью не рекомендуется, так как она менее эффективна и вызывает, кроме того, разжижение тканевых структур с образованием густой тянущейся смеси, плохо поддающейся центрифугированию и другим последующим манипу­ляциям.

Хранение, консервация и транспортировка диагностического материала. В противотуберкулезных учреждениях функционируют специализированные лаборатории, производящие бактериологиче­ские исследования. В стационарах стерильные контейнеры с мок­ротой или другим патологическим материалом доставляются непос­редственно в лабораторию. Сбор материала от амбулаторных больных производится, как указано выше, под непосредственным наблюде­нием среднего медицинского работника. В случае неудачи такого сбора больному выдают стерильную посуду, проводят инструктаж, и на следующий день утром больные доставляют собранный ими за сутки материал в лабораторию.

Если в лечебном учреждении не проводятся исследования для выявления кислотоустойчивых микобактерии, собранный диагности­ческий материал должен централизованно доставляться в лабора­торию, где он будет исследоваться. Обычно такая доставка осуще­ствляется 1 или 2 раза в неделю. Следовательно, материал должен накапливаться в течение нескольких дней. Для этого используют биксы или специальные транспортировочные ящики, вмещающие 10—20 контейнеров, которые хранятся в холодильнике.

Во время транспортировки материал должен предохраняться от воздействия прямых солнечных лучей и тепла. Если транспортировка и хранение занимают не более 48 ч, материал можно пересылать без консерванта. В летний период и в районах с теплым климатом необходима консервация, если транспортировка занимает более 24 ч. С этой целью можно применять 2—3% раствор борной кислоты в соотношении 1 : 1 или глицерин. В качестве консерванта можно также использовать 10% раствор трехзамещенного фосфата натрия или 0,05—0,1% раствор хлоргексидин биглюконата в соотношении 1 : 1; в этих случаях посев материала производят без последующей обработки. Рост микобактерии может быть получен даже после хранения мокроты с консервантом при 30°С в течение 10—12 дней.

В условиях Крайнего Севера диагностический материал при дли­тельной транспортировке может подвергаться воздействию значи­тельных колебаний температуры. При этом необходимо учитывать, что допускается пересылка материала в замороженном состоянии без консерванта. Это обеспечивает сохранение жизнеспособности микобактерии в течение 8—15 дней, однако ни в коем случае нельзя допускать повторное оттаивание и замораживание материала, ко­торые способствуют снижению жизнеспособности микобактерии.

Режимы и кратность обследования больных. Режимы и кратность лабораторного исследования для выявления микобактерии туберку­леза могут значительно варьировать не только в зависимости от разных подходов и точек зрения клиницистов и бактериологов, но (в большей степени) и от клинического состояния и формы процесса, этапа наблюдения больного и, наконец, целей самого исследования (верификация специфической природы заболевания, определение степени активности процесса, динамическое наблюдение за эффек­тивностью лечения, этапная проверка групп диспансерного наблю­дения и др.). Тем не менее, согласно рекомендациям Международ­ного союза по борьбе с туберкулезом (1976), при первом обращении больного к врачу и подозрении на туберкулезную инфекцию необ­ходимо исследовать не менее 3 порций мокроты: порции, полученной при первом обращении больного в лечебное учреждение; ранней утренней порции мокроты, собранной больным на следующий день в течении первых 1—2 ч после пробуждения и подъема; второй порции, собранной утром того же дня, но позднее — в период доставки в клинику первой утренней порции.

В нашей стране большее распространение получила другая схема, предусматривающая не менее чем 3-кратное в течение 3 последо­вательных дней исследование мокроты или другого патологического материала. У впервые выявленных больных (особенно с малыми клиническими формами процесса) желательно повысить кратность исследования до 4—6, так как подобная практика существенно увеличивает число положительных результатов. Такой комплекс исследований производится при поступлении больного в стационар или же при взятии на диспансерный учет. В последующем, в процессе лечения микробиологические исследования проводят регулярно, не реже 1—2 раз в месяц с целью определения динамических изменений состава и массивности микобактериальной популяции, степени ак­тивности процесса, эффективности лечения и прогностических кри­териев.

Особенно тщательно следует проводить исследования при реше­нии вопроса об абациллировании больного перед переводом его в III группу диспансерного учета (неактивный туберкулез органов дыхания) и перед снятием с учета. Порядок, сроки и кратность бактериологических обследований лиц, состоящих на учете проти­вотуберкулезных диспансерных учреждений, регламентируются спе­циальными методическими документами и приказами МЗ РФ.

Бактериоскопическое исследование. Оно является одним из ос­новных и наиболее распространенных методов. Преимущества его заключаются в простоте, дешевизне и быстроте получения резуль­татов. Однако возможности метода ограничены. В препарате можно обнаружить единичные микобактерии, если в 1 мл материала со­держится не менее 10 000—100 000 бактериальных клеток (предел метода). При меньшем числе клеток бактериоскопия может оказаться недостаточно чувствительной для их выявления. В таких случаях применяют различные методы «обогащения» или «накопления» ми­кобактерии. Наибольшее распространение из них получил метод флотации, при котором микобактерии извлекают из водной суспен­зии исследуемого материала с помощью углеводородов или других жидкостей с меньшей, чем у воды, относительной плотностью (кси­лол, толуол, бензин, бензол). Этот метод повышает частоту обна­ружения микобактерии более чем на 10% по сравнению с обычной прямой бактериоскопией.

Приготовление мазков для бактериоскопического исследования является весьма ответственной процедурой, во многом предопреде­ляющей успех исследования. При этом необходимо иметь в виду, что это одна из самых опасных процедур. Туберкулез распростра­няется воздушно-капельным путем через мельчайшие капельки раз­мером около 5 мкм, содержащие возбудитель, которые при вдыхании

в легких могут достигать альвеол и оседать в них, формируя очаг инфекции. В лабораторной работе усилия должны быть направлены на то, чтобы избежать или свести к минимуму опасность заражения при тех манипуляциях, при выполнении которых наблюдается на­ибольшая опасность рассеивания потенциально инфекционных аэро­золей. Основными источниками образования таких аэрозолей в ла­бораториях являются манипуляции, которые связаны с приготовле­нием мазков для бактериоскопии: 1) открывание контейнеров с материалом; эта манипуляция особенно опасна, если между наруж­ной стенкой горлышка контейнера и внутренней поверхностью крышки находятся частицы высохшей мокроты или если непосред­ственно перед открыванием контейнер подвергался встряхиванию; 2) приготовление мазков путем нанесения материала на предметное стекло и распределение его по поверхности стекла; 3) прожигание бактериологических петель, используемых для переноса материала на стекло. При выполнении этих манипуляций следует соблюдать особую осторожность.

Мазки для бактериоскопического исследования готовят из натив-ной необработанной мокроты. Для этого мокроту переливают в чашку Петри, под дно которой подложена черная бумага. Рядом с чашкой помещают два чистых (ранее не бывших в употреблении) и заранее промаркированных предметных стекла. С помощью двух препаровальных игл, бактериологических петель или хорошо заост­ренных деревянных палочек (для каждой пробы мокроты новых) выбирают 5—6 наиболее плотных гнойных комочков мокроты, пе­реносят их на стекло, покрывают сверху вторым стеклом, слегка придавливают и, раздвигая стекла в разные стороны, растирают до получения равномерного тонкого слоя. Мазок должен занимать ²/з— ³Л стекла.

Во время приготовления мазков следует соблюдать максимальную осторожность, чтобы избежать образования брызг и выхода мате­риала за края стекла.

Приготовленные мазки помещают на 15—30 мин на фильтро­вальную бумагу для просушки при комнатной температуре. По­скольку не всегда удается избежать попадания материала на края стекла, то бумагу, на которой для просушки раскладывают мазки, следует считать зараженной. Высохшие стекла пинцетом или спе­циальными щипцами берут за конец, на котором нанесена марки­ровка, и 3 раза проводят через пламя спиртовки или газовой горелки (общая продолжительность пребывания мазка в пламени не должна превышать 3—5 с), а затем помещают на чистую бумагу или специальный поднос.

Целесообразным и в плане охраны труда, особенно рекоменду­емым является метод, предложенный Hain. Предметные стекла с мазками, расположенные на жестяных подносах, помещают в сте­рилизатор и прежде всего высушивают при 37°С. Затем температуру повышают до 105°С и спустя 10 мин стерилизатор выключают. Этим достигаются надежное прикрепление мазка к стеклу и гибель ми­кобактерии, как находящихся в материале и по краям стекол, так

ПО

и попавших на поднос. Температура не должна превышать 105°С, чтобы не изменить тинкториальные свойства микобактерии.

В целях большей безопасности мазки из мокроты можно делать из осадка после обработки материала.

Мазки из жидкого патологического материала (бронхоальвеоляр-ные смывы, промывные воды бронхов или желудка, моча, пунктаты из закрытых полостей, экссудаты и др.) готовят из осадка материала, полученного после обработки его кислотой или щелочью с после­дующим отмыванием либо нейтрализацией и центрифугированием. Высушенные и фиксированные мазки окрашивают. При выборе ок­раски учитывают метод микроскопии, с помощью которого будет осуществляться бактериоскопическое исследование: обычный свето­вой (масляная иммерсия) или люминесцентный (флюоресцентная микроскопия) микроскоп.

Наиболее употребляемым и распространенным методом окраски для выявления кислотоустойчивых микобактерии является способ Циля — Нильсена. При одновременном воздействии нагревания и сильного протравливающего вещества фенола (карболовой кислоты), на котором готовится основное красящее вещество фуксин, облег­чается проникновение анилинового красителя в микробную клетку и особенно в структуры ее клеточной стенки, состоящей из липидов и миколовых кислот. Обычные анилиновые красители не воспри­нимаются микобактериями, и последние не окрашиваются. После­дующее обесцвечивание мазка в 29% растворе серной кислоты или 3% растворе солянокислого спирта приводит к обесцвечиванию всех некислотоустойчивых структур. Только микобактерии, обладающие выраженной кислото- и спиртоустойчивостью, стойко удерживают краситель и остаются окрашенными в красный цвет. Обесцвеченные элементы мазка докрашивают метиленовым синим. Микобактерии обнаруживаются в препарате в виде тонких, прямых или слегка изогнутых ярко-красных палочек, иногда расположенных под углом в виде римской цифры V, часто кучками или небольшими скопле­ниями. Нередко в теле палочек или отдельно от них выделяются единичные более темные зерна или их скопления (зернистые формы).

При микроскопии мазков следует учитывать широкий полимор­физм микобактерии туберкулеза, особенно при исследовании мате­риала от больных, получающих противотуберкулезные препараты. В связи с тем что широкое применение химиопрепаратов меняет морфологию микобактерии, в ряде случаев при исследовании пре­паратов могут обнаруживаться и ветвистые формы неравномерной ширины, и бледноокрашенные палочки, и осколки микобактерии, и отдельные кислотоустойчивые зерна или их скопления.

Кроме того, в мазках из осадка мочи, промывных вод желудка и другого материала наряду с микобактериями туберкулеза могут обнаруживаться и кислотоустойчивые сапрофиты, в частности в моче — микобактерии спермы, которые легко спутать с микобак­териями туберкулеза. В сомнительных случаях рекомендуется мазок длительно (45—60 мин) обесцвечивать в солянокислом спирте или жавеловой воде. При таком методе обесцвечивания сапрофиты те­ряют свою окраску и выгладят в виде палочек голубого цвета (в результате докрашивания мазка после обесцвечивания мети-леновым синим).

Правильная микроскопия препаратов является ответственной про­цедурой и требует высокой квалификации и большого опыта микро-скописта, так как на основании результатов микроскопии ставится ди­агноз, уточняются эффективность лечения и прогноз заболевания.

Микроскопию окрашенных препаратов производят в световом микроскопе с иммерсионным объективом *90 и окуляром *10 (уве­личение *900). Желательно использовать бинокулярный микроскоп с объективом *100. На просмотр обычно требуется в среднем около 5 мин. Этого времени достаточно, чтобы просмотреть не менее 100 полей зрения и обнаружить единичные микобактерии. Согласно рекомендациям Международного союза по борьбе с туберкулезом (1976), просмотр препарата следует начинать в центральной части левого края мазка, постепенно передвигаясь вправо вдоль длинной оси мазка. Подсчитано, что просмотрев последовательно в этом направлении 100 полей зрения, микроскопист продвинется на 2 см. В некоторых случаях бактериоскопическое исследование 100 полей зрения оказывается недостаточным (см. ниже) для обоснованного заключения о количестве возбудителей, выделяемых больным. В таких случаях рекомендуется исследовать не менее 300 полей зрения по схеме, приведенной на рис. 4.1.

В последние годы довольно широкое распространение получил метод люминесцентной микроскопии. Он основан на различии све­чения микроскопируемого объекта в ультрафиолетовом или корот­коволновом спектре видимого света. В основе применения этого метода для дифференциации микобактерии туберкулеза лежит спо­собность липидов этих бактерий воспринимать люминесцентные кра­сители и затем светиться при облучении ультрафиолетовыми лучами. В зависимости от применяемых красителей микобактерии туберку­леза дают четкое ярко-красное свечение на зеленом фоне или золотисто-желтое — на темно-зеленом фоне. Этим методом можно исследовать любой материал, кроме мочи, в которой могут быть сапрофиты, трудно дифференцируемые при такой окраске. Послед­ние имеют зеленоватый или апельсиновый оттенок. Наиболее широко распространены методы окраски акридиновым оранжевым по Адам-чику и окраски аурамином-родамином.

При микроскопии мазков по люминесцентному методу высокая контрастность микроскопической картины дает возможность прово­дить исследования при малых увеличениях (объектив х40, окуляр х10). При такой микроскопической системе увеличивается одномо­ментно просматриваемое поле зрения (по сравнению с иммерсионной микроскопией). Это позволяет выявлять единичные микобактерии и делает люминесцентный метод особенно ценным при исследовании олигобациллярного материала. Люминесцентная микроскопия зна­чительно сокращает время, затрачиваемое на нахождение единичных микобактерии туберкулеза, позволяет быстро просмотреть весь пре­парат и, следовательно, повысить число находок.